活/死細胞雙染色試劑盒在細胞分析領域應用廣泛,可精準區分活細胞與死細胞,助力細胞活性評估、藥物篩選及細胞凋亡研究等。其操作簡便、靈敏度高,結果可通過熒光顯微鏡或流式細胞儀直觀呈現。
無論是懸浮細胞還是貼壁細胞,在進行雙染色前需確保細胞狀態良好,密度適宜。細胞密度過高或過低均會影響染色效果及后續檢測準確性。懸浮細胞直接取適量細胞懸液,用預冷的 PBS 洗滌 2 - 3 次,離心去除培養基及雜質。貼壁細胞則先用胰酶消化,制成單細胞懸液,再按上述方法洗滌。洗滌過程動作輕柔,避免細胞過度離心導致損傷。
活/死細胞雙染色試劑盒通常包含兩種熒光染料,一種用于標記活細胞,如綠色熒光染料 Calcein-AM,另一種用于標記死細胞,如紅色熒光染料 PI(碘化丙啶)。使用前,先檢查試劑是否在有效期內,是否有變色、沉淀等現象。若有異常,不可使用。取適量染料,按試劑盒說明書推薦的比例用無菌水或 PBS 稀釋,配制成工作液。例如,Calcein-AM 常用濃度為 1 - 10 μM,PI 常用濃度為 1 - 20 μg/mL。配制好的工作液應立即使用,避免長時間放置導致活性下降。
將準備好的細胞懸液與染色工作液按一定比例混合,輕輕吹打混勻,使染料均勻分布于細胞周圍。對于 96 孔板培養的細胞,一般每孔加入 100 μL 染色工作液和 10 μL 細胞懸液,確保細胞充分接觸染料。
置于 37℃、5% CO?的培養箱中孵育 15 - 30 分鐘。孵育時間不宜過長,否則可能影響細胞活性,導致染色結果偏差。孵育過程中,細胞攝取染料并進行代謝反應。Calcein-AM 在活細胞內經酯酶作用轉化為具有熒光的 Calcein,發出綠色熒光;PI 則能穿透死細胞破損的細胞膜,與細胞核中的 DNA 結合,發出紅色熒光。
孵育結束后,立即將染色后的細胞置于熒光顯微鏡下觀察。選擇合適的激發波長和發射波長,Calcein-AM 的激發波長為 490 - 515nm,發射波長為 515 - 530nm;PI 的激發波長為 535nm,發射波長為 617nm。通過調整光強和焦距,清晰看到綠色熒光標記的活細胞和紅色熒光標記的死細胞,可拍攝多張照片,記錄細胞形態及分布情況。
對于高通量、定量分析,將染色后的細胞用流式細胞儀檢測。設置合適的熒光通道,收集至少 10?個細胞的信號,得到散點圖,橫軸為 PI 熒光強度(代表死細胞),縱軸為 Calcein-AM 熒光強度(代表活細胞)。根據細胞在圖中的分布情況,準確計算活細胞和死細胞的比例。
整個操作過程需在無菌環境下進行,避免雜菌污染影響細胞狀態及染色結果。使用無菌移液器、離心管等器具,細胞培養箱、超凈工作臺等設備定期清潔消毒。
操作細胞時動作輕柔,避免用力吹打或劇烈振蕩,防止細胞受損。細胞計數時,使用血細胞計數板準確計數,確保細胞濃度符合實驗要求。
嚴格按照試劑盒說明書操作,不同品牌、型號的試劑盒組分和使用方法可能存在差異。使用過程中,避免染料接觸皮膚和眼睛,一旦接觸,立即用大量清水沖洗。
實驗結束后,妥善處理廢棄物,如含染料的廢液、一次性耗材等,避免對環境造成污染。將未用完的試劑按說明書要求保存,如 4℃避光保存,以備下次使用。
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